Triệu chứng lâm sàng và hướng dẫn chẩn đoán sốt xuất huyết chủng mới – Virus Marburg

Nhóm tác giả: Masfique Mehedi1,2, Allison Groseth2, Heinz Feldmann1,2 & Hideki Ebihara2
Đơn vị công tác: 

1. Khoa Vi sinh Y tế, Đại học Manitoba, Winnipeg, Manitoba, Canada
2. Phòng thí nghiệm Virus học, Phòng Nghiên cứu Nội bộ, Viện Dị ứng & Bệnh Truyền nhiễm Quốc gia, Viện Y tế Quốc gia, Phòng thí nghiệm Rocky Mountain, Hamilton, MT, Hoa Kỳ

Ngày phát hành: 26/12/2022

1. Triệu chứng lâm sàng

Hiện nay, chưa có đủ dữ liệu lâm sàng để có được bức tranh toàn cảnh về quá trình nhiễm bệnh chi tiết cũng như các cơ chế bệnh sinh liên quan đến sốt xuất huyết Marburg (MHF). Hơn nữa, các hội chứng lâm sàng do filovirus gây ra và mức độ nghiêm trọng của bệnh liên quan có thể khác nhau tùy thuộc vào một số yếu tố như cơ sở y tế, tính mẫn cảm của vật chủ và di truyền cũng như độc lực của chủng virus. Tuy nhiên, những dữ liệu lâm sàng đã thu được trong cả đợt bùng phát đầu tiên vào năm 1967 và ở Cộng hòa Dân chủ Congo (DRC) năm 1998–2000 là cơ sở cho phần lớn kiến ​​thức về sự tiến triển của bệnh MHF ngày nay. 
Nhìn chung, thời gian ủ bệnh ở người dao động từ 2 đến 21 ngày, với thời gian ủ bệnh tổng thể trung bình là 5–9 ngày. Diễn biến bệnh phần lớn biểu hiện trong ba giai đoạn riêng biệt sau: 
Giai đoạn sốt: kéo dài từ 1-5 ngày đầu

• Sốt cao (~40°C) kèm theo đau đầu dữ dội, ớn lạnh, đau cơ và khó chịu.
• Mệt mỏi, đau toàn thân và chán ăn, sau đó là nôn mửa, buồn nôn, đau bụng và tiêu chảy nặng.
• Viêm kết mạc, chứng khó nuốt và viêm họng.
• Có thể xuất hiện phát ban trên mặt, thân và tứ chi trong giai đoạn giữa đến cuối giai đoạn này và cuối cùng phát triển thành ban dát sần.

Giai đoạn nguy hiểm: Giai đoạn này thường bắt đầu từ ngày thứ 5 phát bệnh trở đi và được chia thành 2 giai đoạn nhỏ:

• Giai đoạn sớm: kéo dài từ ngày 5 – 13 sau khi phát bệnh

• Bệnh bắt đầu ảnh hưởng đến các cơ quan liên quan đến suy nhược, khó thở, ngoại ban và tính thấm thành mạch bất thường bao gồm sung huyết kết mạc và phù nề.
• Bệnh nhân có thể tiếp tục sốt cao trong suốt giai đoạn này và có thể xuất hiện các triệu chứng thần kinh như viêm não, lú lẫn, mê sảng, khó chịu và dễ nổi nóng.
• Sau đó, bệnh nhân có thể bắt đầu có biểu hiện xuất huyết rõ ràng như chấm xuất huyết, chảy máu niêm mạc, rò rỉ không kiểm soát được từ các vị trí lấy máu tĩnh mạch, tràn dịch xuất huyết nội tạng, phân đen, tiêu chảy ra máu, nôn ra máu và bầm máu. 

Trong giai đoạn này, nhiều cơ quan bị ảnh hưởng bao gồm tuyến tụy, gan và thận. 

• Giai đoạn muộn: bắt đầu từ ngày thứ 13 cho đến ngày thứ 20+

• Bắt đầu xuất hiện các tình trạng nguy kịch, có thể bao gồm co giật, rối loạn chuyển hóa nghiêm trọng, rối loạn đông máu lan tỏa, suy đa cơ quan và sốc.
• Mất nước nặng làm giảm khối lượng tuần hoàn dẫn đến rối loạn chức năng các cơ quan và vô niệu.
• Tiếp tục xuất hiện các triệu chứng thần kinh bao gồm bồn chồn, mất trí nhớ, nhầm lẫn, mất trí nhớ hoặc hôn mê.
• Bệnh nhân là phụ nữ mang thai có thể xuất hiện biến chứng như sẩy thai tự nhiên.

Tử vong thường xảy ra trong khoảng từ 8–16 ngày sau khi xuất hiện các triệu chứng. Những người khỏi bệnh thường không có các biểu hiện nghiêm trọng nhất của bệnh và thậm chí có thể không đạt đến giai đoạn nội tạng muộn. 

• Giai đoạn phục hồi và dưỡng bệnh:

• Bệnh nhân sẽ gặp một số biến chứng như đau cơ, đau khớp, suy nhược, viêm gan, bệnh về mắt và rối loạn tâm thần. 
• Tách biệt xã hội cũng là một điều đáng chú ý.

2. Hướng dẫn chẩn đoán sốt xuất huyết chủng mới

Việc kiểm soát các đợt bùng phát MHF dựa trên sự kết hợp giữa xác định trường hợp, theo dõi liên hệ và cách ly bệnh nhân, được hỗ trợ bằng chẩn đoán trong phòng thí nghiệm. Chẩn đoán lâm sàng MHF rất khó khăn trong giai đoạn đầu của đợt bùng phát vì các triệu chứng lâm sàng giống với nhiều bệnh truyền nhiễm nhiệt đới, đặc biệt là sốt rét, nhiễm trùng do rickettsia và sốt thương hàn. Điều này thường dẫn đến sự chậm trễ nghiêm trọng trong việc thực hiện các quy trình kiểm soát lây nhiễm và bắt đầu quản lý bệnh nhân. Các trường hợp riêng lẻ bên ngoài vùng dịch cần đánh giá chẩn đoán rộng rãi hơn và xem xét cẩn thận lịch sử di chuyển của bệnh nhân.
Chẩn đoán trong phòng thí nghiệm bao gồm các phương pháp virus học, huyết thanh học và phân tử. Mẫu bệnh phẩm phù hợp và đáng tin cậy nhất để chẩn đoán là máu (máu toàn phần và huyết thanh) nhưng cũng có thể dùng các mẫu bệnh phẩm khác như nước bọt (tăm miệng) và nước tiểu (kém chắc chắn hơn), cũng như sữa mẹ làm nguồn bệnh phẩm thay thế nếu không có sẵn máu. Chẩn đoán ban đầu cho MHF chủ yếu dựa vào việc phát hiện bộ gen của virus bằng phương pháp PCR phiên mã ngược (RT-PCR) hoặc tìm kháng nguyên virus bằng công nghệ xét nghiệm miễn dịch hấp thụ liên kết với Enzyme (ELISA). Việc phát hiện phản ứng miễn dịch của vật chủ chủ yếu đạt được bằng cách sử dụng ELISA phát hiện kháng thể. Phân lập virus và kính hiển vi điện tử đóng vai trò là các lựa chọn xác nhận với hạn chế là chúng chỉ có thể được thực hiện tại một số địa điểm có cơ sở vật chất cần thiết. 
Cho đến nay, RT-PCR, RT-PCR real-time và các phương pháp khuếch đại đẳng nhiệt qua trung gian vòng phiên mã ngược đã được phát triển để phát hiện RNA MARV trong các mẫu bệnh phẩm. Những kỹ thuật này có thông lượng cao và nhanh chóng, chúng cũng có độ nhạy và độ đặc hiệu cao, là các lựa chọn chính để chẩn đoán virus Marburg. 
Ngoài ra, tác nhân chaotropic (guanidinium isothiocyanate) có trong hầu hết các bộ kit chiết RNA được chứng minh là giúp bảo quản tốt các mẫu chẩn đoán không bị nhiễm trùng, cho phép xử lý vật liệu lâm sàng một cách an toàn. Hơn nữa, các xét nghiệm RT-PCR tất cả các chủng MARV hoặc thậm chí tất cả các loài filovirus bằng cách sử dụng bộ mồi PCR đồng thuận cũng đã được phát triển để sàng lọc chẩn đoán nhanh. Các bộ mồi đặc hiệu này sẽ tăng khả năng phát hiện các loại filovirus, không chỉ hỗ trợ xác định bệnh nhân và kiểm soát ổ dịch sớm hiệu quả, mà còn hỗ trợ trong các cuộc điều tra dịch tễ học và động vật học. 
Hiện tại, RT-PCR và RT-PCR real-time được sử dụng làm tiêu chuẩn cho chẩn đoán phân tử trong lĩnh vực này. Tuy nhiên, trong tương lai, phương pháp khuếch đại đẳng nhiệt qua trung gian vòng lặp phiên mã ngược có thể thay thế các xét nghiệm này do tính đơn giản và chi phí thấp hơn. 
Xét nghiệm xác nhận và thay thế chính cho chẩn đoán MHF cấp tính là ELISAs phát hiện kháng nguyên. Các xét nghiệm này sử dụng kháng thể siêu miễn dịch trong huyết thanh hoặc kháng thể đặc hiệu với protein của virus (ví dụ: nucleoprotein) để thu giữ kháng nguyên MARV. Kháng thể IgM đặc hiệu với MARV có thể xuất hiện sớm nhất là 2 ngày sau khi xuất hiện triệu chứng và biến mất từ ​​30 đến 168 ngày sau khi nhiễm bệnh, trong khi kháng thể IgG có thể tồn tại trong nhiều năm. Do đó, ELISAs IgM được sử dụng thường xuyên hơn để chẩn đoán bệnh cấp tính, trong khi ELISAs IgG chủ yếu được sử dụng để xác định những người đã hồi phục sau khi nhiễm MHF hoặc để tiến hành nghiên cứu dịch tễ học (điều tra huyết thanh học) và động vật học. Các ELISA được phát triển gần đây sử dụng các protein virus được tái tổ hợp thay vì các tế bào bị nhiễm bệnh ly giải như kháng nguyên để phát hiện các kháng thể đặc hiệu với virus.
Ngoài các xét nghiệm đặc hiệu cao này để chẩn đoán MARV, các công nghệ dựa trên hội chứng lâm sàng rộng rãi đã được phát triển trên cơ sở PCR đa mồi và công nghệ mảng oligonucleotide toàn vi sinh vật. Tuy nhiên, Những xét nghiệm này vẫn chưa được triển khai thành các phương pháp chẩn đoán chung.
Xem tiếp: 
Dịch tễ học về bệnh sốt xuất huyết chủng mới – Virus Marburg
Cơ chế bệnh sinh và đáp ứng miễn dịch của sốt xuất huyết chủng mới – Virus Marburg
Hướng dẫn điều trị sốt xuất huyết chủng mới – Virus Marburg

Tài liệu tham khảo:

1. Towner JS, Khristova ML, Sealy TK et al. Marburg virus genomics and association with a large hemorrhagic fever outbreak in Angola. J. Virol. 80(13), 6497–6516 (2006).
2. Sanchez A, Geisbert T, Feldmann H. Filoviridae – Marburg and ebola viruses. In: Fields Virology. Knipe D (Ed.). Lippincott Williams and Wilkins, PA, USA, 1410–1448 (2007).
3. Martini GA. Marburg virus disease. Clinical syndrome. In: Marburg Virus Disease. Martini GA, Siegert R (Eds). Springer-Verlag, NY, USA, 1–9 (1971).
   •• Description of the initial Marburg virus (MARV) outbreak in Germany, as well as early treatment attempts.
4. Henderson BE, Kissling RE, Williams MC, Kafuko GW, Martin M. Epidemiological studies in Uganda relating to the ‘Marburg’ agent. In: Marburg Virus Disease. Martini GA, Siegert R (Eds). Springer-Verlag, NY, USA, 166–176 (1971).
5. Martini GA, Knauff HG, Schmidt HA, Mayer G, Baltzer G. [On the hitherto unknown, in monkeys originating infectious disease: Marburg virus disease]. Dtsch Med. Wochenschr. 93(12), 559–571 (1968).
6. Conrad JL, Isaacson M, Smith EB et al. Epidemiologic investigation of Marburg virus disease, Southern Africa, 1975. Am. J. Trop. Med. Hyg. 27(6), 1210–1215 (1978).
7. Peterson AT, Lash RR, Carroll DS, Johnson KM. Geographic potential for outbreaks of Marburg hemorrhagic fever. Am. J. Trop. Med. Hyg. 75(1), 9–15 (2006).
8. Bausch DG, Nichol ST, Muyembe-Tamfum JJ et al. Marburg hemorrhagic fever associated with multiple genetic lineages of virus. N. Engl. J. Med. 355(9), 909–919 (2006).
9. CDC: Imported case of Marburg hemorrhagic fever – Colorado, 2008. MMWR Morb. Mortal. Wkly Rep. 58(49), 1377–1381 (2009).
10. Timen A, Koopmans MP, Vossen AC et al. Response to imported case of Marburg hemorrhagic fever, The Netherland. Emerg. Infect. Dis. 15(8), 1171–1175 (2009).
11. Falzarano D, Feldmann H. Marburg virus. In: Encyclopedia of Virology. Mahy BWJ, van Regenmortel MHV (Eds). Elsevier, UK, 272–280 (2008).
12. Nikiforov VV, Turovskii Iu I, Kalinin PP et al. [A case of a laboratory infection with Marburg fever]. Zh. Mikrobiol. Epidemiol. Immunobiol. (3), 104–106 (1994).
13. Ignatyev GM, Streltsova MA, Kashentseva EA, Patrushev NA, Ginko SI, Agafonov AP. Immunity indexes in the personnel involved in haemorrhagic virus investigation. In: Proceedings of the 1996 ERDEC Scientific Conference on Chemical and Biological Defense Research. Berg DA (Ed.). Aberdeen Proving Ground, MD, USA, 323–330 (1997).
14. Hennessen W. Epidemiology of ‘Marburg virus’ disease. In: Marburg Virus Disease. Martini GA, Siegert R (Eds). Springer-Verlag, NY, USA, 159–165 (1971).
15. Gear JS, Cassel GA, Gear AJ et al. Outbreak of Marburg virus disease in Johannesburg. BMJ 4(5995), 489–493 (1975).
16. Borchert M, Muyembe-Tamfum JJ, Colebunders R, Libande M, Sabue M, Van Der Stuyft P. Short communication: a cluster of Marburg virus disease involving an infant. Trop. Med. Int. Health 7(10), 902–906 (2002).
17. Bausch DG, Borchert M, Grein T et al. Risk factors for Marburg hemorrhagic fever, Democratic Republic of the Congo. Emerg. Infect. Dis. 9(12), 1531–1537 (2003).
18. Martini GA, Schmidt HA. [Spermatogenic transmission of the ‘Marburg virus’. (Causes of ‘Marburg simian disease’)]. Klin. Wochenschr. 46(7), 398–400 (1968).
19. Lub M, Sergeev AN, P’Iankov OV, P’Iankova OG, Petrishchenko VA, Kotliarov LA. [Certain pathogenetic characteristics of a disease in monkeys in infected with the Marburg virus by an airborne route]. Vopr. Virusol. 40(4), 158–161 (1995).
20. Alves DA, Glynn AR, Steele KE et al. Aerosol exposure to the angola strain of Marburg virus causes lethal viral hemorrhagic fever in cynomolgus macaques. Vet. Pathol. 47(5), 831–851 (2010).
21. Towner JS, Amman BR, Sealy TK et al. Isolation of genetically diverse Marburg viruses from Egyptian fruit bats. PLoS Pathog. 5(7),E1000536 (2009).
    •• First successful MARV isolation from bats, thus providing strong evidence for the role bats play in filovirus transmission.
22. Slenczka WG. The Marburg virus outbreak of 1967 and subsequent episodes. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 235, 49–75 (1999).
23. Geisbert TW, Geisbert JB, Leung A et al. Single injection vaccine protects nonhuman primates against Marburg virus and three species of ebola virus. J. Virol. 7296–7304 (2009).
24. Geisbert TW, Daddario-DiCaprio KM, Geisbert JB et al. Marburg virus Angola infection of rhesus macaques: pathogenesis and treatment with recombinant nematode anticoagulant protein c2. J. Infect. Dis. 196(Suppl. 2), S372–S381 (2007).
    • Describes infection in nonhuman primates (NHPs) with a highly virulent strain of MARV providing evidence for strain-to-strain variation in virulence with MARV and demonstrating that in experimental infection MARV is not inherently less pathogenic than Zaire ebolavirus.
25. Colebunders R, Tshomba A, Van Kerkhove MD et al. Marburg hemorrhagic fever in Durba and Watsa, Democratic Republic of the Congo: clinical documentation, features of illness, and treatment. J. Infect. Dis. 196(Suppl. 2), S148–S153 (2007).
26. Stille W, Boehle E. Clinical course and prognosis of Marburg virus (‘green-monkey’) disease. In: Marburg Virus Disease. Martini GA, Siegert R (Eds). Springer-Verlag, NY, USA, 10–18 (1971).
27. Bente D, Gren J, Strong JE, Feldmann H. Disease modeling for Ebola and Marburg viruses. Dis. Model Mech. 2(1–2), 12–17 (2009).
28. Spiridonov VA, Bazhutin NB, Belanov EF et al. [Changes in the blood serum aminotransferase activity in the experimental infection of Cercopithecus aethiops monkeys with the Marburg virus]. Vopr. Virusol. 37(3), 156–157 (1992).
29. Simpson DI. Marburg agent disease: in monkeys. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 63(3), 303–309 (1969).
30. Simpson DI, Zlotnik I, Rutter DA. Vervet monkey disease. Experiment infection of guinea pigs and monkeys with the causative agent. Br. J. Exp. Pathol. 49(5), 458–464 (1968).
31. Johnson ED, Johnson BK, Silverstein D et al. Characterization of a new Marburg virus isolated from a 1987 fatal case in Kenya. Arch. Virol. Suppl. 11, 101–114 (1996).
32. Gonchar NI, Pshenichnov VA, Pokhodiaev VA, Lopatov KL, Firsova IV. [The sensitivity of different experimental animals to the Marburg virus]. Vopr. Virusol. 36(5), 435–437 (1991).
33. Daddario-DiCaprio KM, Geisbert TW, Geisbert JB et al. Cross-protection against Marburg virus strains by using a live, attenuated recombinant vaccine. J. Virol. 80(19), 9659–9666 (2006).
34. Daddario-DiCaprio KM, Geisbert TW, Stroher U et al. Postexposure protection against Marburg haemorrhagic fever with recombinant vesicular stomatitis virus vectors in non-human primates: an efficacy assessment. Lancet 367(9520), 1399–1404 (2006).
    • Demonstration of the postexposure efficacy of a vesicular stomatitis virus-based recombinant vaccine expressing the MARV glycoprotein.
35. Bausch DG, Geisbert TW. Development of vaccines for Marburg hemorrhagic fever. Expert Rev. Vaccines 6(1), 57–74 (2007).
36. Hass R, Maass G. Experimental infection of monkeys with the Marburg virus. In: Marburg Virus Disease. Martini GA, Siegert R (Eds). Springer-Verlag, NY, USA, 136–143 (1971).
37. Hevey M, Negley D, Geisbert J, Jahrling P, Schmaljohn A. Antigenicity and vaccine potential of Marburg virus glycoprotein expressed by baculovirus recombinants. Virology 239(1), 206–216 (1997).
38. Warfield KL, Alves DA, Bradfute SB et al. Development of a model for Marburg virus based on severe-combined immunodeficiency mice. Virol. J. 4, 108 (2007).
39. Warfield KL, Bradfute SB, Wells J et al. Development and characterization of a mouse model for Marburg hemorrhagic fever. J. Virol. 83(13), 6404–6415 (2009).
40. Robin Y, Bres P, Camain R. Passage of Marburg virus in guinea pigs. In: Marburg Virus Disease. Martini GA, Siegert R (Eds). Springer-Verlag, NY, USA, 115–122 (1971).
41. Zlotnik I. Marburg agent disease: pathology. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 63(3), 310–327 (1969).
42. Zlotnik I, Simpson DI. The pathology of experimental vervet monkey disease in hamsters. Br. J. Exp. Pathol. 50(4), 393–399 (1969).
43. Geisbert TW, Jaax NK. Marburg hemorrhagic fever: report of a case studied by immunohistochemistry and electron microscopy. Ultrastruct. Pathol. 22(1), 3–17 (1998).
44. Fritz EA, Geisbert JB, Geisbert TW, Hensley LE, Reed DS. Cellular immune response to Marburg virus infection in cynomolgus macaques. Viral. Immunol. 21(3), 355–363 (2008).
    • Represents the only immunopathogenesis study of MARV in NHPs to date and thus contributes greatly to our knowledge of MARV pathogenesis.
45. Stroher U, West E, Bugany H, Klenk HD, Schnittler HJ, Feldmann H. Infection and activation of monocytes by Marburg and ebola viruses. J. Virol. 75(22), 11025–11033 (2001).
46. Feldmann H, Bugany H, Mahner F, Klenk HD, Drenckhahn D, Schnittler HJ. Filovirus-induced endothelial leakage triggered by infected monocytes/macrophages. J. Virol. 70(4), 2208–2214 (1996).
    • Demonstration of a putative connection between macrophage-derived cytokine production and vascular permeability during filovirus infection.
47. Marty AM, Jahrling PB, Geisbert TW. Viral hemorrhagic fevers. Clin. Lab. Med. 26(2), 345–386, VIII (2006).
48. Zlotnik I. ‘Marburg disease’. The pathology of experimentally infected hamsters. In: Marburg Virus Disease. Martini GA, Siegert R (Eds). Springer-Verlag, NY, USA, 129–135 (1971).
49. Geisbert TW, Hensley LE, Gibb TR, Steele KE, Jaax NK, Jahrling PB. Apoptosis induced in vitro and in vivo during infection by ebola and Marburg viruses. Lab. Invest. 80(2), 171–186 (2000).
50. Bechtelsheimer J, Korb G, Gedigk P. Marburg virus hepatitis. In: Marburg Virus Disease. Martini GA, Siegert R (Eds). Springer-Verlag, NY, USA, 62–67 (1971).
51. Becker S, Spiess M, Klenk HD. The asialoglycoprotein receptor is a potential liver-specific receptor for Marburg virus. J. Gen. Virol. 76(Pt 2), 393–399 (1995).
52. Havemann K, Schmidt HA. Marburg virus disease. In: Marburg Virus Disease. Martini GA, Siegert R (Eds). Springer-Verlag, NY, USA, 34–40 (1971).
53. Gedigk P, Bechtelsheimer H, Korb G. Pathologic anatomy of the Marburg virus disease. In: Marburg Virus Disease. Martini GA, Siegert R (Eds). Springer-Verlag, NY, USA, 50–54 (1971).
54. Egbring R, Slenczka W, Baltzer G. Clincal manifestations and mechanism of the haemorrhagic diathesis in Marburg virus disease. In: Marburg Virus Disease. Martini GA, Siegert R (Eds). Springer-Verlag, NY, USA, 41–49 (1971).
55. Gedigk P, Bechtelsheimer H, Korb G. [Pathological anatomy of the ‘Marburg virus’ disease (the so-called ‘Marburg monkey disease’)]. Dtsch Med. Wochenschr. 93(12), 590–601 (1968).
56. Geisbert TW, Young HA, Jahrling PB et al. Mechanisms underlying coagulation abnormalities in ebola hemorrhagic fever: overexpression of tissue factor in primate monocytes/macrophages is a key event. J. Infect. Dis. 188(11), 1618–1629 (2003).
57. Geisbert TW, Hensley LE, Jahrling PB et al. Treatment of ebola virus infection with a recombinant inhibitor of factor VIIa/tissue factor: a study in rhesus monkeys. Lancet 362(9400), 1953–1958 (2003).
58. Gupta M, Spiropoulou C, Rollin PE. Ebola virus infection of human PBMCs causes massive death of macrophages, CD4 and CD8 T cell sub-populations in vitro. Virology 364(1), 45–54 (2007).
59. Hensley LE, Young HA, Jahrling PB, Geisbert TW. Proinflammatory response during ebola virus infection of primate models: possible involvement of the tumor necrosis factor receptor superfamily. Immunol. Lett. 80(3), 169–179 (2002).
60. Bray M. Filoviruses. In: Clinical Virology (3rd Edition). Richman DD, Whitley RJ, Hayden FG (Eds). American Society of Microbiology, Washington, DC, USA, 923–941 (2009).
61. Yaddanapudi K, Palacios G, Towner JS et al. Implication of a retrovirus-like glycoprotein peptide in the immunopathogenesis of ebola and Marburg viruses. FASEB J. 20(14), 2519–2530 (2006).
62. Basler CF, Mikulasova A, Martinez-Sobrido L et al. The ebola virus VP35 protein inhibits activation of interferon regulatory factor 3. J. Virol. 77(14), 7945–7956 (2003).
63. Cardenas WB, Loo YM, Gale M Jr et al. Ebola virus VP35 protein binds double-stranded RNA and inhibits α/β interferon production induced by RIG-I signaling. J. Virol. 80(11), 5168–5178 (2006).
64. Reid SP, Leung LW, Hartman AL et al. Ebola virus VP24 binds karyopherin α 1 and blocks STAT1 nuclear accumulation. J. Virol. 80(11), 5156–5167 (2006).
65. Valmas C, Grosch MN, Schumann M et al. Marburg virus evades interferon responses by a mechanism distinct from ebola virus. PLoS Pathog. 6(1),E1000721 (2010).
66. Grolla A, Lucht A, Dick D, Strong JE, Feldmann H. Laboratory diagnosis of ebola and Marburg hemorrhagic fever. Bull. Soc. Path. Exot. 98(3), 205–209 (2005).
67. Grolla A, Jones SM, Fernando L et al. The use of a mobile laboratory unit in support of patient management and epidemiological surveillance during the 2005 Marburg outbreak in Angola. PLoS Negl. Trop. Dis. 5(5),E1183 (2011).
68. Towner JS, Sealy TK, Ksiazek TG, Nichol ST. High-throughput molecular detection of hemorrhagic fever virus threats with applications for outbreak settings. J. Infect. Dis. 196(Suppl. 2), S205–S212 (2007).
69. Drosten C, Gottig S, Schilling S et al. Rapid detection and quantification of RNA of ebola and Marburg viruses, Lassa virus, Crimean–Congo hemorrhagic fever virus, rift valley fever virus, dengue virus, and yellow fever virus by real-time reverse transcription-PCR. J. Clin. Microbiol. 40(7), 2323–2330 (2002).
70. Kurosaki Y, Grolla A, Fukuma A, Feldmann H, Yasuda J. Development and evaluation of a simple assay for Marburg virus detection using a reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification method. J. Clin. Microbiol. 48(7), 2330–2336 (2010).
71. Weidmann M, Muhlberger E, Hufert FT. Rapid detection protocol for filoviruses. J. Clin. Virol. 30(1), 94–99 (2004).
72. Ogawa H, Miyamoto H, Ebihara H et al. Detection of all known filovirus species by reverse transcription-polymerase chain reaction using a primer set specific for the viral nucleoprotein gene. J. Virol. Methods 171(1), 310–313 (2011).
73. Saijo M, Georges-Courbot MC, Fukushi S et al. Marburgvirus nucleoprotein-capture enzyme-linked immunosorbent assay using monoclonal antibodies to recombinant nucleoprotein: detection of authentic Marburg virus. Jpn J. Infect. Dis. 59(5), 323–325 (2006).
74. Nakayama E, Yokoyama A, Miyamoto H et al. Enzyme-linked immunosorbent assay for detection of filovirus species-specific antibodies. Clin. Vaccine Immunol. 17(11), 1723–1728 (2010).
75. Saijo M, Niikura M, Morikawa S et al. Enzyme-linked immunosorbent assays for detection of antibodies to ebola and Marburg viruses using recombinant nucleoproteins. J. Clin. Microbiol. 39(1), 1–7 (2001).
76. Sherwood LJ, Osborn LE, Carrion R Jr, Patterson JL, Hayhurst A. Rapid assembly of sensitive antigen-capture assays for Marburg virus, using in vitro selection of llama single-domain antibodies, at biosafety level 4. J. Infect. Dis. 196(Suppl. 2), S213–S219 (2007).
77. Palacios G, Quan PL, Jabado OJ et al. Panmicrobial oligonucleotide array for diagnosis of infectious diseases. Emerg. Infect. Dis. 13(1), 73–81 (2007).
78. Jeffs B. A clinical guide to viral haemorrhagic fevers: ebola, Marburg and Lassa. Trop. Doct. 36(1), 1–4 (2006).
79. Martini GA. Marburg agent disease: in man. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 63(3), 295–302 (1969).
80. Todorovitch K, Mocitch M, Klasnja R. Clinical picture of two patients infected by the Marburg vervet virus. In: Marburg Virus Disease. Martini GA, Siegert R (Eds). Springer-Verlag, NY, USA, 19–23 (1971).
81. Snell NJ. Ribavirin-current status of a broad spectrum antiviral agent. Expert Opin. Pharmacol. 2(8), 1317–1324 (2001).
82. Ignat’ev GM, Strel’tsova MA, Agafonov AP, Kashentseva EA, Prozorovskii NS. [Experimental study of possible treatment of Marburg hemorrhagic fever with Desferal, ribavirin, and homologous interferon]. Vopr. Virusol. 41(5), 206–209 (1996).
83. Kolokol’tsov AA, Davidovich IA, Strel’tsova MA, Nesterov AE, Agafonova OA, Agafonov AP. The use of interferon for emergency prophylaxis of Marburg hemorrhagic fever in monkeys. Bull. Exp. Biol. Med. 132(1), 686–688 (2001).
84. Borisevich IV, Potryvaeva NV, Mel’nikov SA, Evseev AA, Krasnianskii VP, Maksimov VA. [Design of equine serum-based Marburg virus immunoglobulin]. Vopr. Virusol. 53(1), 39–41 (2008).
85. Dye JM. Post-exposure transfer of immunoglobulin G from convalescent survivors protects rhesus macaques from Marburg virus. Presented at: 5th International Symposium on Filoviruses. Tokyo, Japan, 19–21 April 2010.
86. Razumov IA, Belanov EF, Bormotov NI, Kazachinskaia EI. [Detection of antiviral activity of monoclonal antibodies, specific to Marburg virus proteins]. Vopr. Virusol. 46(1), 33–37 (2001).
87. Hevey M, Negley D, Schmaljohn A. Characterization of monoclonal antibodies to Marburg virus (strain Musoke) glycoprotein and identification of two protective epitopes. Virology 314(1), 350–357 (2003).
88. Warren TK, Warfield KL, Wells J et al. Advanced antisense therapies for postexposure protection against lethal filovirus infections. Nat. Med. 16(9), 991–994 (2010).
    • Demonstrates postexposure protection of NHPs using a phosphorodiamidate morpholino oligomer-Plus approach.
89. Garbutt M, Liebscher R, Wahl-Jensen V et al. Properties of replication-competent vesicular stomatitis virus vectors expressing glycoproteins of filoviruses and arenaviruses. J. Virol. 78(10), 5458–5465 (2004).
90. Geisbert TW, Hensley LE, Geisbert JB et al. Postexposure treatment of Marburg virus infection. Emerg. Infect. Dis. 16(7), 1119–1122 (2010).
91. Ignat’ev GM, Bukin EK, Otrashevskaia EV. [An experimental study of possibility of treatment of hemorrhagic fever Marburg by Remicade]. Vestn. Ross. Akad. Med. Nauk. (11), 22–24 (2004).
92. Ignat’ev GM, Strel’tsova MA, Kashentseva EA, Patrushev NA. [Effects of tumor necrosis factor antiserum of the course of Marburg hemorrhagic fever]. Vestn. Ross. Akad. Med. Nauk. (3), 35–38 (1998).
93. Ignatyev G, Steinkasserer A, Streltsova M, Atrasheuskaya A, Agafonov A, Lubitz W. Experimental study on the possibility of treatment of some hemorrhagic fevers. J. Biotechnol. 83(1–2), 67–76 (2000).
94. Ignatyev GM. Immune response to filovirus infections. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 235, 205–217 (1999).
95. Riemenschneider J, Garrison A, Geisbert J et al. Comparison of individual and combination DNA vaccines for B. anthracis, ebola virus, Marburg virus and Venezuelan equine encephalitis virus. Vaccine 21(25–26), 4071–4080 (2003).
96. Geisbert TW, Bailey M, Geisbert JB et al. Vector choice determines immunogenicity and potency of genetic vaccines against Angola Marburg virus in nonhuman primates. J. Virol. 84(19), 10386–10394 (2010).
97. Geisbert TW, Bausch DG, Feldmann H. Prospects for immunisation against Marburg and ebola viruses. Rev. Med. Virol. 20(6), 344–357 (2010).
98. Jones SM, Feldmann H, Stroher U et al. Live attenuated recombinant vaccine protects nonhuman primates against ebola and Marburg viruses. Nat. Med. 11(7), 786–790 (2005).
99. Geisbert TW, Daddario-Dicaprio KM, Geisbert JB et al. Vesicular stomatitis virus-based vaccines protect nonhuman primates against aerosol challenge with ebola and Marburg viruses. Vaccine 26(52), 6894–6900 (2008).
100. Hevey M, Negley D, Staley A, Schmaljohn A. Determination of vaccine components required for protecting cynomologous macaques against genotypically divergent isolates of Marburg virus. Presentedat: 20th Annual Meeting of the American Society for Virology. Madison, WI, USA, 21–25 July 2001.
101. Swenson DL, Warfield KL, Larsen T, Alves DA, Coberley SS, Bavari S. Monovalent virus-like particle vaccine protects guinea pigs and nonhuman primates against infection with multiple Marburg viruses. Expert Rev. Vaccines 7(4), 417–429 (2008).
102. Feldmann H. Marburg hemorrhagic fever – the forgotten cousin strikes. N. Engl. J. Med. 355(9), 866–869 (2006).
103. Smith DH, Johnson BK, Isaacson M et al. Marburg-virus disease in Kenya. Lancet 1(8276), 816–820 (1982).
104. Stille W, Bohle E, Helm E, van Rey W, Siede W. [On an infectious disease transmitted by cercopithecus aethiops. (“green monkey disease”)]. Dtsch Med. Wochenschr. 93(12), 572–582 (1968).
105. Sergeev AN, Ryzhikov AB, Bulychev LE et al. [Study of the treatment-prophylactic effect of immunomodulators in experimental infections, caused by Marburg, ebola, and Venezuelan equine encephalitis viruses]. Vopr. Virusol. 42(5), 226–229 (1997).
106. Warren TK, Warfield KL, Wells J et al. Antiviral activity of a small-molecule inhibitor of filovirus infection. Antimicrob. Agents Chemother. 54(5), 2152–2159 (2010).
107. Hevey M, Negley D, Pushko P, Smith J, Schmaljohn A. Marburg virus vaccines based upon alphavirus replicons protect guinea pigs and nonhuman primates. Virology 251(1), 28–37 (1998).
108. Swenson DL, Wang D, Luo M et al. Vaccine to confer to nonhuman primates complete protection against multistrain Ebola and Marburg virus infections. Clin. Vaccine Immunol. 15(3), 460–467 (2008).

Danh mục chữ viết tắt:

Virus Marburg (MARV)
Bệnh sốt xuất huyết Marburg (MHF)
Cộng hòa Dân chủ Congo (DRC)
Phương pháp PCR phiên mã ngược (RT-PCR)
Xét nghiệm miễn dịch hấp thụ liên kết với Enzyme (ELISA)

Nguồn tra cứu:

https://www.medscape.com/viewarticle/750769_3 
https://www.medscape.com/viewarticle/750769_6 

0